05);但与Control组相比,HMGB1-100μg组心肌梗死面积显著增大(56.4±5.1% vs. 44.6±3.7%,P0.05)。 结论40mg/kg的EP是治疗大鼠心肌缺血-再灌注损伤的最佳剂量;缺血前预先应用EP的疗效优于再灌注即刻给药,当给药时间延迟到再灌注后30分钟则EP的心肌保护作用消失;缺血前2分钟至再灌注前2分钟是EP保护心肌缺血-再灌注损伤的最佳时间窗。
三、HMGB1介导炎性缺血-再灌注损伤的机制及EP的作用 目的观察丙酮酸乙酯(EP)干预对炎症因子表达及炎症性心肌缺血-再灌注损伤的影响;研究EP干预对心肌缺血-再灌注后炎症因子表达变化的调控机制。 方法清洁级健康雄性SD大鼠分为4组,每组12只,均给予缺血30分钟,再灌注48小时:1.假手术组(Sham),只穿线不结扎;2.对照组(Control),于再灌注前给予PBS Selleck GSK1120212 0.5ml+RLS 0.5ml静脉注射;3. EP治疗组(EP),再灌注前2分钟给予静脉注射EP(40mg/kg);4. EP+HMGB1组(EP+HMGB1):缺血再灌注前2分钟静脉注射EP(40mg/kg)+重组HMGB1(100μg /kg)。采用有创血流动力学检测大鼠左心功能变化,TTC染色计算心肌梗死面积,ELISA法检测血清HMGB1、TNF-α、IL-6,Western Blot检测心肌磷酸化P38的表达。 结果与Sham组相比,Control组心肌梗死面积显著增加,心功能显著恶化,血清HMGB1、TNF-α、IL-6表达显著增高,磷酸化P38水平显著增高(P
目的：本研究观察慢性应激的主要神经递质儿茶酚胺(Catecholamines, CAs)对人外周血单核细胞来源的树突状细胞(Monocyte-derived dendritic cells, MoDCs)迁移功能以及趋化因子受体(Chemokine Receptor-7, CCR7)表达的影响,并进一步研究肾上腺素受体(adrenergic receptors, AR)-丝裂原活化蛋白激酶(Mitogen-Activated Protein Kinase, MAPK)-核因子-κB(nuclear factor-κB, NF-κB)通路在其中起的作用。方法：磁珠分选法纯化人外周血单核细胞,经rhGM-CSF和rh-IL4诱导分化为不成熟DCs。LPS诱导成熟的基础上给予不同浓度肾上腺素或去甲肾上腺素刺激,采用transwell小室检测DCs向MIP-3迁移能力,流式细胞仪及荧光定量逆转录多聚酶链反应检测CCR7基因和蛋白的表达,ELISA检测细胞因子IL10分泌的变化,Western-blot观察p38
MAPK及NF-κB通路的蛋白表达变化情况。进一步通过给予α、β1、β2、β等不同肾上腺素受体阻滞剂,以及MAPK、NF-κB等通路抑制剂,研究肾上腺素受体和信号通路在其中的作用。 结果：肾上腺素和去甲肾上腺素不影响DCs的凋亡和成熟(CD86,HLA-DR),但均可抑制LPS诱导成熟的DCs向MIP-3β迁移(p
镍(Nickel)是人类在生产和生活中广泛接触的一种金属元素。常接触镍的职业包括：镍的冶炼、提纯、电镀、制造不锈钢以及生产镍铬电池等。人群流行病学调查和动物实验均已证实镍的职业性接触可以引起癌症,主要是肺癌,国际癌症研究中心(IARC)1990年将镍及其化合物列为第一类致癌物,其中尤以镍尘NiS和Ni3S2致癌性最强,其次为Ni2O3。目前有关镍致癌机理的研究主要集中在四个方面：一是镍诱导ras、P53等基因突变的形成,继而导致癌相关基因表达异常,诱发肿瘤的形成；二是镍诱导细胞内信号转导的改变,引起转录因子的异常活化并导致基因表达谱的改变,继而导致肿瘤的形成；三是镍诱导细胞产生的氧自由基可以导致细胞内遗传物质的损伤,影响癌相关基因的表达,最终导致肿瘤的发生；四是镍除了直接诱导基因组的表达之外,还可通过表观遗传学的改变,继而影响癌相关基因的表达,促进肿瘤的发生。目前有关镍诱导肿瘤发生以及肺损伤的研究很多,但是由于镍在人体中代谢的复杂性,镍致癌的分子机制到目前为止并未完全阐明,因此本文将镍化物诱导活性氧产生、激活信号转导通路、诱导细胞中核转录因子的活性以及中医药的干预实验对镍致癌的分子机制进行初步探讨,试图为镍致职业性肺癌的预防和中药治疗予以理论上的探索。 确认细节 方法 1.体外培养支气管上皮细胞(16HBE),分别用无菌的MEM、不同浓度的NiS (1.0-8.0μmol/L)、NiS (2.0μmol/L)+扶正解毒(FJD)含药血清(低、中、高剂量组、空白血清组)处理细胞24h,用台盼蓝法检测支气管上皮细胞的存活率。取对数生长期的16HBE细胞接种于24孔培养板内,6×106个／孔,每个剂量设5个复孔,按实验分组分别加入受试物,继续培养24h,各组细胞弃去上清液,每孔加入500μl细胞裂解液,冰上放置30min,将裂解液作用后的各组细胞转移至Eppendorf管,离心20min,取上清液进行谷胱甘肽过氧化酶(GSH-Px)、活性氧(ROS)活性检测。将受试物处理后的各组细胞以PBS反复洗涤细胞,直至显微镜下大部分细胞已超声破碎,进行超氧化歧化酶(SOD)活性的检测。用考马斯亮兰蛋白测定法,用分光光度计测定波长595nm处吸光度OD值,计算蛋白含量,结合蛋白浓度计算16HBE细胞(细胞处理方法同前)内丙二醛(MDA)含量。2.将16HBE细胞接种于25ml培养瓶中,每孔接种的细胞数为6×106,培养24h后,用NiS
而且 (1-5.0μmol/L)染毒,并用无菌的MEM、NiS (2.0μmol/L)+不同剂量FJD含药血清、空白血清、以及三种抑制剂,磷酸化P38丝裂原活化蛋白激酶(P38MAPK)、磷酸化细胞外信号调节蛋白激酶(P-ERK)、磷酸化氨基未端蛋白激酶(P-JNK)处理细胞24h,无菌PBS洗涤细胞2次,胰酶消化后制成细胞悬液,用聚丙烯酰胺凝胶电泳和蛋白免疫印迹杂交(Western blot)法观察各组细胞中磷酸化ERK、P38和JNK的表达。3.将16HBE细胞用无菌的MEM、不同浓度的NiS (1.0-4.0μmol/L)、NiS (2.